Zwei Wochen am DKFZ in Heidelberg – Einblicke in die Krebsforschung von Nelly Gola, Neela Schmid, Vanessa Kornelius und Asmaa Al Jazeirly.
Stipendiatinnen der Auricher Wissenschaftstage
Vom 20.07. bis zum 31.07 durften wir ein zweiwöchiges Praktikum am Krebsforschungs-zentrum in Heidelberg absolvieren. Dort erhielten wir viele Eindrücke aus der Medizin bezüglich der Forschung an Krebs und an sonstigen Krankheiten und lernten dabei mehr über die einzelnen Vorgänge in der Krebsforschung. Während unseres Aufenthalts wurden wir von verschiedenen Wissenschaftlern und Angestellten betreut, die uns die verschiedenen Arbeitsbereiche gezeigt haben. Der nachfolgende Bericht dokumentiert die einzelnen Tage unseres Praktikums und verdeutlicht die einzelnen Methoden in der Forschung und ihre wissenschaftliche Bedeutung.
Am ersten Tag wurden wir von unserer Betreuerin Angela Funk begrüßt und haben von ihr, nach einer kurzen Vorstellungsrunde, eine Sicherheitsbelehrung bekommen, damit wir wissen, wie wir die einzelnen Geräte benutzen dürfen und wie wir uns im sogenannten „Life-Sciene-Lab“ zu verhalten haben. Nachmittags haben wir dann SDS-Gele gegossen und vorbereitet, um damit die nächsten Tage weiterarbeiten zu können. Beim SDS-Gel werden Proteine nach ihrer Größe getrennt. Dafür werden die Proteine mit SDS behandelt, wodurch sie eine negative Ladung bekommen. Anschließend werden sie in das Gel gegeben und eine elektrische Spannung angelegt. Die Proteine wandern dabei durch das Gel. Kleine Proteine bewegen sich schneller und weiter als große Proteine. Dadurch entstehen verschiedene Banden, die man später sichtbar machen und vergleichen kann. Das SDS-Gel wird also verwendet, um herauszufinden, welche Proteine in einer Probe enthalten sind und wie groß sie ungefähr sind.
einer unserer Arbeitsplätze im Life-Sciene-Lab
Dienstag haben wir dann das SDS-Gel beladen und eine Gelelektrophorese durchgeführt. Zuerst werden dazu die vorbereiteten Proteinproben in die kleinen Taschen (Wells) des SDS-Gels pipettiert. Zusätzlich wird ein Proteinmarker aufgetragen. Dieser enthält Proteine mit bekannten Größen und dient später zum Vergleich. Danach wird eine elektrische Spannung angelegt. Durch das SDS sind die Proteine negativ geladen und wandern deshalb durch das Gel in Richtung des Pluspols. Das Gel wirkt dabei wie ein Sieb: kleine Proteine können leichter durch das Gel wandern und legen deshalb eine größere Strecke zurück, während große Proteine langsamer wandern. Nach einer bestimmten Zeit wird die Spannung abgeschaltet. Im Gel befinden sich dann die Proteine an unterschiedlichen Stellen. Durch eine Färbung können die Proteine als sichtbare Banden dargestellt werden. Anhand des Proteinmarkers kann man anschließend ungefähr bestimmen, wie groß die einzelnen Proteine sind. Danach haben wir einen Nährstoffboden für Bakterien angelegt, um die darauffolgenden Tage beobachten zu können, wie sich die Bakterien mit verschiedenen Eigenschaften auf dem Nährboden verhalten.
Am dritten Tag fand die endgültige Auswertung unserer Gelelektrophorese statt. Auf dem zuvor vorbereiteten Nährboden haben wir dann E-Coli-Bakterien angepflanzt. Den Nährboden haben wir mit einem Antibiotikum versetzt, weshalb sich normale E-Coli-Bakterien darauf nicht verbreiten dürften. Doch manche der Bakterien haben wir vorher immunisiert, um zu schauen, ob sie dann auf dem Nährstoffboden wachsen. Dies nennt man auch Miniprep animpfen. Bei einer Miniprep möchte man Plasmid-DANN aus Bakterien gewinnen. Damit man genug Bakterien für die spätere DANN-Isolierung hat, muss zunächst eine Bakterienkultur angezüchtet werden. Beim Animpfen wird eine kleine Menge von Bakterien, die das gewünschte Plasmid enthalten, in ein Nährmedium gegeben. Die Bakterien können sich dort vermehren. Nach einer gewissen Zeit hat sich eine größere Anzahl von Bakterien gebildet. Anschließend kann man die Bakterien durch eine Miniprep aufarbeiten und die darin enthaltene Plasmid-DANN isolieren.
angeimpfte E-Coli-Bakterien
Am Donnerstag begannen wir mit dem Thema Zellbiologie. Zunächst erhielten wir eine ausführliche Einführung in die Geschichte und Gewinnung der HeLa-Zellen.
Anschließend gingen wir zur praktischen Arbeit über, die unter zwei sterilen Arbeitsbänken durchgeführt wurde. Dabei übten wir den Umgang mit adhärenten HeLa-Zellen. Zunächst wurden die Zellen gewaschen und anschließend zentrifugiert. Danach wurden sie gesplittet und nach der Resuspension in ein neues Medium überführt. Die Zellsuspension wurde anschließend in eine neue Zellkulturflasche gegeben und über das Wochenende in einem Inkubator kultiviert, sodass wir am darauffolgenden Montag mit den Zellen weiterarbeiten konnten. Im weiteren Verlauf lernten wir eine andere Art von Krebszellen kennen: Jurkat-Zellen, auch Leukämie-Zellen genannt. Mithilfe einer Neubauer-Zählkammer bestimmten wir unter dem Mikroskop die Anzahl der Zellen und konnten daraus die Zellkonzentration der Suspension berechnen. Anschließend teilten wir die Jurkat-Zellen in zwei Versuchsgruppen auf. In einem Teil der Zellen wurde mithilfe eines Todesliganden die Apoptose, also der programmierte Zelltod, induziert. Der andere Teil der Zellen wurde auf einem Wärmeblock auf 70 °C erhitzt, um eine Nekrose, also einen durch Zellschädigung verursachten Zelltod, herbeizuführen.
Arbeiten an der Sterilwerkbank
Am letzten Tag der ersten Woche untersuchten wir die Proben der Jurkat-Zellen auf der 96-Well-Platte zunächst mithilfe eines Mikroskops auf morphologische Unterschiede, um anhand dieser den Anteil der lebenden Zellen festzustellen. Die Anzahl der lebenden Zellen hing von der Menge des von uns zur Probe hinzugegebenen Todesliganden ab. Da die Apoptose dennoch als natürlicher Prozess abläuft, wies auch die Probe ohne hinzugegebenen Todesliganden Apoptotische Zellen auf. Apoptotische Zellen werden am Sinken ihres Zellvolumens bis zum Zerfall in apoptotische Körper sichtbar. Die zuvor auf 70°C erhitzte Probe wies keine lebenden Zellen mehr auf. Durch die erhöhte Temperatur waren die Zellen zunächst irreversibel angeschwollen, sodass die DNA in den intrazellularen Raum freigesetzt wurde und die Zellorganellen ihre Funktionen verloren, wodurch die Membran schließlich aufriss und die DANN sowie die Zellorganellen in den extrazellularen Raum gelangten (Nekrose). Im Anschluss verifizierten wir unsere Beobachtungen mit einem Durchflusszytometer, welches den Anteil lebender Zellen mithilfe eines Laserstrahls erkennen konnte. Zum Schluss überprüften wir, ob unsere am Vortag präparierten Hek-Zellen das transfizierte Plasmid pGFP-N1 aufgenommen hatten und das grün fluoreszierende Protein exprimierten. Dazu betrachten wir unsere Proben unter einem Fluoreszenzmikroskop. Dies zeigte uns grüne leuchtende Zellen, sodass wir wussten, dass wir unsere Plasmide erfolgreich in die Hek-Zellen eingebracht hatten.
präparierte Hek-Zellen unterm Fluoreszenzmikroskop
Unsere zweite Woche und damit auch unser sechster Tag begann um 9:30 Uhr mit einem Besuch im „neuen“ Tierstall des Deutschen Krebsforschungszentrums. Dort lernten wir Anja Rathgeb und einen Tierpfleger kennen, die uns einiges über Modelltiere in der biomedizinischen Grundlagenforschung erzählten.
Zuerst wurde uns erklärt, welche Tiere im Tierstall gehalten werden und für welche Forschungsbereiche sie eingesetzt werden. Insgesamt leben dort rund 33.000 Mäuse, die von etwa 50 Tierpflegerinnen und Tierpflegern versorgt werden. Die Mäuse werden vor allem für die Erforschung von Krebs und Tumorerkrankungen eingesetzt.
Anschließend durften wir uns die Käfige anschauen und bekamen erklärt, wie die Tiere im Alltag versorgt werden. Die Tierpfleger kümmern sich jeden Tag um die Mäuse und achten darauf, dass es ihnen möglichst gut geht. Die Mäuse selbst durften wir allerdings nicht direkt sehen oder anfassen, da beim Betreten des Tierstalls viele Hygiene- und Sicherheitsvorschriften eingehalten werden müssen. Durch das Gespräch konnten wir einen anderen Einblick in das Thema Tierversuche bekommen. Vor unserem Besuch hatten wir teilweise eher negative Vorstellungen von Tierversuchen. Durch die Erklärungen wurde uns jedoch deutlich, dass das Thema viel komplexer ist. Uns wurde beispielsweise erklärt, dass Versuche an Tieren nicht einfach durchgeführt werden dürfen, sondern vorher genau geprüft und genehmigt werden müssen. Ein solcher Antrag kann bis zu sechs Monate dauern. Dadurch sollen die Forschenden dazu gebracht werden, sich genau zu überlegen, ob ein Versuch wirklich notwendig und sinnvoll ist. Auch während eines Versuches gibt es bestimmte Vorgaben, die eingehalten werden müssen. So dürfen Tumore beispielsweise eine bestimmte Größe nicht überschreiten. Wenn ein Tier zu stark leiden würde, muss entsprechend gehandelt werden, um weiteres Leiden zu verhindern. Außerdem gibt es Tierärztinnen und Tierärzte, die sich um die Gesundheit der Tiere kümmern.
Trotzdem wurde uns auch erklärt, dass es in der Krebsforschung noch viele offene Fragen gibt und Tierversuche in bestimmten Bereichen derzeit weiterhin notwendig sind. Sie können dabei helfen, Krankheiten und mögliche Behandlungsmethoden besser zu verstehen. Der Besuch hat uns gezeigt, dass das Thema Tierversuche nicht einfach in „gut“ oder „schlecht“ eingeteilt werden kann. Wir haben viele neue Informationen bekommen und konnten einige unserer Vorurteile hinterfragen. Besonders interessant war für uns zu sehen, wie streng die Abläufe geregelt sind und welchen Stellenwert das Wohlbefinden der Tiere in der Forschung hat.
Angekommen in der Abteilung für Medizintechnik, wurden wir von Armin Runz begrüßt. Zunächst erklärte er uns die Grundlagen der Medizintechnik sowie deren Ziele und Anwendungsbereiche. Dabei erfuhren wir, dass 3D-Drucker in der Medizintechnik eine bedeutende Rolle spielen. Mithilfe verschiedener Materialien mit unterschiedlichen Dichten können unterschiedliche Organe und Gewebestrukturen realitätsnah nachgebildet werden. Dies ist besonders vorteilhaft, da dadurch die Strukturen und Eigenschaften des menschlichen Körpers besser untersucht und verstanden werden können. Außerdem lässt sich beispielsweise die Strahlenbelastung bei einer Bestrahlung künstlich simulieren und messen, bevor eine entsprechende Behandlung bei einem menschlichen Tumor durchgeführt wird. Im weiteren Verlauf präsentierte uns Herr Runz einige bereits gedruckte Modelle sowie die neuesten Geräte im Labor und erklärte deren Funktionen und Einsatzmöglichkeiten. Zum Abschluss erhielten wir als Andenken einen personalisierten, 3D-gedruckten Schlüsselanhänger. Darüber haben wir uns sehr gefreut und bedanken uns herzlich für dieses schöne Andenken.
3D-Drucker
Nach dem Mittagessen kehrten wir ins Labor zurück und setzten die Arbeit mit unseren HeLa-Zellen an den Sterilbänken fort. Die zuvor umkultivierten Zellen wurden anschließend auf eine 6-Well-Platte ausgesät und zur weiteren Kultivierung in den Inkubator gestellt.
Am Dienstagvormittag hieß uns Dr. Steffen Schmitt in der Core Facility FACS willkommen und erklärte uns die Funktionsweise des Durchflusszytometers und des FACS-Durchflusszytometers.
Das Durchflusszytometer dient dazu einzelne Zellen oder auch Partikel schnell identifizieren und vermessen zu können. Dazu binden Antikörper, welche zuvor mit Fluoreszenzfarbstoffen markiert werden, an zellspezifische Oberflächenproteine. Des Weiteren werden die zu untersuchenden Zellen in einer Flüssigkeit verdünnt und in einem feinen Flüssigkeitsstrom gebündelt. Dieser Flüssigkeitsstrom wird mithilfe eines Vibrators mit sehr hoher Frequenz (ca.30 kHz) an der Austrittsdüse des Durchflusszytometers in feine Tropfen umgewandelt. Diese feinen Tropfen sind exakt so Groß gewählt, dass eine Zelle hineinpasst. Die Tropfen kreuzen danach mindestens einen Laserstrahl, sodass das Licht Vor- und seitwärts gestreut wird. Anhand des Vorwärtsstreulichts (FSC) kann erkannt werden, wie groß die Zelle ist und anhand des Seitwärtsstreulichts (SSC) wie granulär das Zelleninnere ist. Sofern die Zellen mit einem Laserstrahl beleuchtet werden, welcher die Fluoreszenzfarbstoffe der Antikörper anregt, kann mithilfe der jeweiligen Wellenlängedes Streulichts auf die jeweilige Art der Zelle geschlossen werden. Das FACS-Durchflusszytometer (fluorescene-activated cell sorting) ist zusätzlich dazu in der Lage die Zellen nach der Messung physisch zu sortieren. Dazu wird im Moment des Abreißens der einzelnen Tropfen, jeder Tropfen mit einer elektrischen Spannung aufgeladen, weshalb die Tropfen in ihrer weiteren Flugbahn mittels eines elektrischen Feldes elektrostatische Kräfte erfahren und somit sortiert und in unterschiedliche Gefäße gelenkt werden.
Durchflusszytometer
Am Nachmittag widmeten wir uns der weiteren Arbeit an unseren HeLa-Zellen im Labor. Nach mehrfachem Waschen der Zellen färbten wir zunächst in zwei von vier Reaktionsgefäßen der 6-Well-Platte die Mitochondrien der Zellen mit Mitotracker Red an (Lebendfärbung). Danach fixierten wir in allen vier Reaktionsgefäßen die Zellen auf den Deckgläschen und färbten die Zellkerne mit DAPI Färbelösung (Totfärbestoff) an, um die ausplattierten und angefärbten Zellen Anschließend auf Objektträgern einzudeckeln, abzudecken und über Nacht trocknen zu lassen.
ausplattierte, angefärbte Zellen
Am nächsten Tag besuchten wir den Krebsinformationsdienst des Deutschen Krebsforschungs-zentrums. Dort lernten wir Frau Dr. Juliane Folkerts kennen, die uns einen Vortrag über Krebserkrankungen bei Kindern und Jugendlichen hielt. Der Vortrag war sehr interessant und gleichzeitig verständlich erklärt. Zuerst erklärte sie uns, dass bei Kindern und Jugendlichen teilweise andere Krebserkrankungen häufiger vorkommen als bei Erwachsenen. Zu den häufigsten Tumorerkrankungen in dieser Altersgruppe gehören unter anderem Leukämien, Tumoren des zentralen Nervensystems und Lymphome. Besonders beeindruckend fanden wir, dass die Heilungschancen bei Kindern und Jugendlichen je nach Erkrankung und Behandlung oft sehr hoch sind. Durch Behandlungsmöglichkeiten wie Chemotherapie, Operationen oder Immuntherapien können viele Erkrankungen erfolgreich behandelt werden. Trotz dieser guten Heilungschancen bleibt es wichtig, weiter zu forschen. Behandlungen müssen immer wieder verbessert und an die einzelnen Patientinnen und Patienten angepasst werden. Das Ziel ist dabei, mit möglichst wenig Belastung für den Körper ein möglichst gutes Behandlungsergebnis zu erreichen. Dabei werden auch neue Therapieansätze entwickelt und ausprobiert.
Eine dieser neuen Behandlungsmöglichkeiten, die uns vorgestellt wurde, war die CAR-T-Zell-Therapie. Dabei werden Körpereigene T-Zellen, die normalerweise eine wichtige Aufgabe bei der Abwehr von Krankheiten übernehmen, aus dem Blut entnommen und im Labor verändert. Sie werden so angepasst, dass sie bestimmte Krebszellen erkennen und gezielt angreifen können. Anschließend werden die veränderten T-Zellen vermehrt und der Patientin oder dem Patienten wieder verabreicht. Auch diese Therapie kann Nebenwirkungen haben, weshalb weiterhin intensiv daran geforscht wird, sie noch sicherer und wirksamer zu machen. Außerdem lernten wir die bispezifischen Antikörper als einen weiteren modernen Therapieansatz kennen.
Durch denVortrag hatten wir viele neue Informationen bekommen, von denen wir vorher teilweise noch gar nichts wussten. Dabei wurde uns auch bewusst, wie wichtig es ist, Betroffene und Angehörige verständlich über das ThemaKrebs zu informieren. Genau dafür gibt es den Krebsinformationsdienst. Dort arbeiten Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter, die Menschen bei Fragen rund um das Thema Krebs unterstützen. Sie informieren über verschiedene Krebserkrankungen, Behandlungsmöglichkeiten und andere wichtige Themen. Besonders interessant fanden wir den Einblick in das Telefonteam. Ein Teil des Teams wurde uns vorgestellt und wir erfuhren, wie ein solches Beratungsgespräch abläuft. Dabei sind Geduld, Einfühlungsvermögen und ein verständlicher Umgang mit den Anrufenden besonders wichtig.Gleichzeitig wurde uns erklärt, dass es für die Mitarbeiter auch wichtig ist, eine gewisse professionelle Distanz zu behalten. Schließlich können manche Gespräche sehr emotional sein und es wäre belastend, jede Situation mit nach Hause zu nehmen.
Während eines Gesprächs können die Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter auf eine umfangreiche Datenbank zurückgreifen. Die darin enthaltenen Informationen werden von Fachleuten und Ärzten zusammengestellt und regelmäßig aktualisiert. So können die Mitarbeiter den Anrufenden möglichst zuverlässige und verständliche Informationen geben. Je nach Frage kann ein Gespräch deshalb auch etwas länger dauern. Der Krebsinformationsdienst ist nicht nur telefonisch erreichbar, sondern bietet auch die Möglichkeit, Fragen per E-Mail zu stellen. Uns wurde erklärt, dass die Anfragen möglichst schnell beantwortet werden. Für uns war besonders interessant, dass viele Menschen diesen Dienst gar nicht kennen. Dadurch wurde uns bewusst, wie wichtig es ist, mehr Menschen auf dieses Angebot aufmerksam zu machen. Gerade für Betroffene und Angehörige kann es eine große Hilfe sein, eine Anlaufstelle zu haben, bei der sie ihre Fragen stellen und verständliche Informationen bekommen können.
Nach dem Vortrag ging es für uns weiter zur Aquahaltung des DKFZ. Dort werden rund 400 Krallenfrösche gehalten. Im Gegensatz zu den Mäusen werden bei den Fröschen jedoch nicht die ausgewachsenen Tiere für die Forschung verwendet. Stattdessen werden vor allem die Eier genutzt, um zelluläre Prozesse besser zu verstehen. Dazu gehört beispielsweise die Zellteilung. Ein besonderes Highlight für uns war, dass wir einen der Frösche selbst anfassen und sogar hochheben durften. Dabei wurde uns zunächst gezeigt, wie man den Frosch sicher hält, damit er sich nicht verletzt und auch für uns keine Gefahr besteht. Anschließend durften wir die Frösche sogar füttern.
Am Donnerstag begann unser Tag in der Abteilung für Hochdurchsatzsequenzierung. Dort wurden wir von Dr. Angela Schulz begrüßt, die uns ausführlich die Entwicklung, die Funktionsweise und die Ziele dieser Methode insbesondere im Hinblick auf die Krebsforschung erklärte. Dabei erfuhren wir, dass die erste vollständige Sequenzierung eines menschlichen Genoms mehrere Jahrzehnte in Anspruch nahm. Dank moderner Technologien und hochentwickelter Geräte, wie automatisierter Robotertechnik und Hochdurchsatzsequ-enzierern, ist es heute möglich, diesen Prozess innerhalb von nur wenigen Tagen durchzuführen.In der Krebsforschung spielt die Hochdurchsatzsequenzierung eine wichtige Rolle bei der Entwicklung individualisierter Therapien. Durch den Vergleich des Erbguts gesunder Zellen mit dem von Tumorzellen können genetische Veränderungen identifiziert werden, die zur Entstehung und Entwicklung eines Tumors beitragen. Auf Grundlage dieser Informationen können gezieltere und individuell auf den Patienten abgestimmte Behandlungsmöglichkeiten entwickelt werden. Anschließend gingen wir ins Labor und hatten die Möglichkeit, verschiedene Geräte kennenzulernen, die bei der Sequenzierung eingesetzt. werden. Besonders interessant war dabei der Hochdurchsatzsequenzierer, dessen Funktionsweise und Bedeutung für moderne Krebsforschung uns näher erläutert wurden.
Hochdurchsatzsequenzierer
Nachmittags besichtigten wir die Abteilung des 7-Tesla-Resonators. Die Grundlagen der vom Gerät ermöglichten Magnetresonanztomographien (MRT) und Spektroskopien (MRS) erläuterte uns Dr. Stephan Orzada. Der 7-Tesla-Resonator nutzt ein starkes Magnetfeld und Radiowellenimpulse um ohne schädliche ionisierende Röntgenstrahlung detaillierte Schnittbilder und Analysen der chemischen Zusammensetzung und der Stoffwechselprozesse von Organen und Geweben zu erstellen. Grundlage der Erstellung detaillierter Schnittbilder ist die Menge an Wasserstoffatomen im menschlichen Körper bzw. die Verteilung der Wasserstoff-atome im Gewebe. Da Wasserstoffatome einen einprotonigen Kern besitzen, welcher sich um sich selbst dreht, nennt man sie Spins. Dr. Stephan Orzada verglich diese Eigenschaft mit winzigen Stabmagneten, welche sich um sich selbst drehen. Wenn Kräfte eines starken Magnetfeldes auf den menschlichen Körper wirken, richten sich die Spins gleichmäßig aus. Da Radiowellenimpulse diese Ordnung frequent kurzzeitig stören senden die Wasserstoffatome bei der Rückkehr in ihre Ausgangslage schwache Funksignale aus, welche wiederum vom Gerät empfangen werden. Je nach Verteilung der Wasserstoffatome im Gewebe reagieren die Wasserstoffatome unterschiedlich schnell und es entsteht ein detailliertes Bild des Gewebes.
Grundlage der Erstellung von Analysen der chemischen Zusammensetzung und Stoffwechselprodukte sind die leicht unterschiedlichen Frequenzen auf denen Atome in verschiedenen Molekülen je nach chemischer Umgebung schwingen. Dabei entsteht dann kein anatomisches Bild, sondern eine Graphik mit verschiedenen Peaks, welche angeben welche Stoffe in welcher Menge im Gewebe vorhanden sind. Gegenüber der in Kliniken verwendeten 1,5- oder 3-Tesla-Resonatoren ermöglicht der 7-Tesla-Resonator eine höhereAuflösung der Schnittbilder, sowie genauere Analysen der chemischen Zusammensetzung und der Stoffwechselprozesse von Geweben. Aufgrund von hohen Anschaffungs- und Unterhaltungskosten, speziellen baulichen Vorkehrungen, technischen Hürden (z. B. bereits starke Beeinflussung der Bildqualität durch schwache Signale) und eingeschränktem Ganzkörpereinsatz (die verkürzte Wellenlänge der Radiowellen sorgt für schwereres tiefes Eindringen in den Körper) werden in der Klinik kaum 7-Tesla-Resonatoren genutzt. Abschließend besichtigten wir das Gerät des DKFZs und durften mithilfe einer Aluminiumplatte und eines Tennisballs die Kräfte des Magnetfeldes auf seine Umgebung erleben.
Am letzten Tag unseres Praktikums beschäftigten wir uns mit der Auswertung unserer Experimente im Labor. Da Frau Funk die Agarosegele bereits am Vortag gegossen hatte, bereiteten wir zunächst die PCR-Proben vor und versetzten sie mit einem Farbstoff, um anschließend eine weitere Gelelektrophorese durchzuführen. Während das Gel lief, erklärte uns Dr. Norbert Mücke die Funktionsweise eines Fluoreszenzmikroskops. Anschließend untersuchten wir unter dem Fluoreszenzmikroskop unsere fixierten Zellen auf Objektträgern. Zuvor hatten wir die Zellen mit DAPI und MitoTracker gefärbt. Mithilfe dieser Fluoreszenzfarbstoffe konnten wir die Zellkerne und die Mitochondrien sichtbar machen und unter dem Mikroskop genauer betrachten.
angefärbte Zellen unterm Fluoreszenzmikroskop
Anschließend werteten wir unsere Agarosegele aus. Dabei wurde deutlich, dass die PCR bei allen Proben erfolgreich funktioniert hatte. Im Vergleich zu der nicht vervielfältigten DNA zeigten die PCR-Proben deutlich sichtbare Banden, was darauf hindeutete, dass die gewünschten DNA-Abschnitte erfolgreich vervielfältigt worden waren.
Zum Abschluss gab es eine kleine Feedbackrunde, in der wir unsere Erfahrungen und Eindrücke miteinander teilten. Dabei stellte sich heraus, dass alle mit dem Praktikum zufrieden waren und viele interessante Erfahrungen sammeln konnten. Anschließend machten wir uns auf den Weg nach Hause.
Abschließend möchten wir uns bei den Auricher Wissenschaftstagen für die einmalige Möglichkeit des Praktikums im Life-Science-Lab des Deutschen Krebsforschungszentrum ins Heidelberg bedanken. Wir freuen uns, dass wir die Möglickeit bekommen haben, diese Erlebnisse machen zu dürfen. Besonders möchten wir uns bei Angela Funk bedanken, welche uns während des gesamten Praktikums betreut und begleitet hat. Ihr Engagement und ihre umfassende Vorbereitung machten das Praktikum zu etwas ganz Besonderem. Zudem bedanken wir uns auch bei allen Abteilungen des DKFZs, welche uns spannende Einblicke in ihre Arbeit ermöglichten. Vielen Dank an: Anja Rathgeb, Armin Runz, Dr. Steffen Schmitt, Dr. Juliane Folkerts, Dr. Lena Hornetz, Dr. Angela Schulz, Dr. Stephan Orzada und Dr. Norbert Mücke.
Abschlussbild im Labor